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2018, Número 3

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Rev Med Inst Mex Seguro Soc 2018; 56 (3)


La ecologización de la coloración del Papanicolaou en el diagnóstico del cáncer de cuello uterino

Rojas-Zumaran V, Moya-Salazar J

Idioma: Español
Referencias bibliográficas: 38
Paginas: 217-225
Archivo PDF: 992.25 Kb.


RESUMEN

Introducción: el cáncer de cuello uterino (CaCu) ocupa la cuarta posición en la lista de los cánceres más comunes que afectan a la población femenina a nivel mundial.
Objetivo: evaluar la aplicación y la eficiencia de la coloración ecológica de Papanicolaou (Eco-Pap) en citología exfoliativa para el diagnóstico de CaCu.
Métodos: se realizó una investigación de tipo experimental prospectiva de corte transversal en el Hospital Nacional Docente Madre-Niño “San Bartolomé” durante el 2015. Se utilizaron tres estrategias de control de reactivos tóxicocancerígenos: el uso de hematoxilina progresiva de Harris, la solución policromática citoplasmática y el montaje directo. Los detalles celulares se analizaron mediante el Índice de Calidad de Tinción, el sistema Bethesda y el Programa de Evaluación Externa de la Calidad en Citología.
Resultados: se evaluaron 72 901 extendidos cervicales coloreados con Eco-Pap. La validación del Eco-Pap frente a la coloración convencional de Papanicolaou tuvo una concordancia muy buena (kappa = 0.89), lo cual evidenció una sensibilidad y especificidad del método de 88.3% y 98.7%, respectivamente (p ‹ 0.05). El Eco-Pap tuvo un alto rendimiento diagnóstico y redujo la contaminación ambiental producida por el xilol (72 litros), el ácido clorhídrico y el amoniaco (ambos con 6 litros) y del óxido de mercurio.
Conclusiones: el Eco-Pap es un método eficiente, nuevo e innovador que elimina el uso de reactivos tóxico-cancerígenos y genera un performance ambiental en el diagnóstico del cáncer cervical.


REFERENCIAS (EN ESTE ARTÍCULO)

  1. International Agency for Research on Cancer (IARC). GLOBOCAN 2012: Estimated Cancer Incidence, Mortality and Prevalence Worldwide in 2012 v1.0. IARC, Cancer Base No.11. Lyon: International Agency for Research on Cancer; 2013. 2

  2. Basen-Engquist K, Paskett ED, Buzaglo J, Miller SM, Schover L, Wenzel LB et al. Cervical Cancer Behavioral Factors Related to Screening, Diagnosis, and Survivors’ Quality of Life. Cancer. 2003;S98(9):2009-14.

  3. Huh WK, Williams E, Huang J, Bramley T, Poulios N. Cost effectiveness of human papillomavirus-16/18 genotyping in cervical cancer screening. Appl Health Econ Health Policy. 2015;13(1):95-107.

  4. World Health Organization. Boletín de la Organización Mundial de la Salud. Recopilación de artículos. Geneva; 2011;89(9):621-700.

  5. Cramer DW. The role of cervical cytology in declining morbidity and mortality of cervical cancer. Cancer. 1974;34:2018-27.

  6. Mayrand MH, Duarte-Franco E, Rodrigues I, Walter SD, Hanley J, Ferenczy A, et al. Human papillomavirus DNA versus Papanicolaou screening tests for cervical cancer. N Engl J Med. 2007;357(16):1579-88.

  7. Stoler MH, Schiffman M. Interobserver reproducibility of cervical cytologic and histologic interpretations: realistic estimates from the ASCUS-LSIL Triage Study. JAMA. 2001;285(11):1500-5.

  8. Instituto Nacional de Salud (INS). Manual de procedimientos para el diagnóstico en citología cérvicouterina. Serie de normas técnicas. Vol. 43. Lima: MINSA; 2005.

  9. Moya-Salazar J, Rojas-Zumaran V, Torres-Martínez R, Rosas-Vargas L. [Quality of Cervical-uterine smears within Pap staining for cervical cancer screening in Lima, Peru]. Rev Esp Patol. 2016;49(1):7-18.

  10. Moya-Salazar J, Rojas-Zumaran V. Validation of the modification of the prolonged Papanicolaou stain for the diagnosis of cervical cancer. Acta Cytol. 2016; 60(1):79-84.

  11. Culling CFA. Handbook of Histopathological and Histochemical Techniques. 3th edition. London: Butterworth; 1974. pp. 489-90. 2

  12. Tamburini E, Fernández A, Sánchez G, Odorico C, Rojas V. Evaluación del screening colpocitológico en un periodo de dos años. (Unidad Móvil Genito-Mamaria y Hospital Penna) nueva estrategia de Atención Primaria. Poster. 25 Noviembre, 2001 Foyer. Congreso Internacional de Patología del Tracto Genital Inferior y Colposcopía. Buenos Aires, Argentina: Sociedad Argentina de Patología del Tracto Genital Inferior y Colposcopía; 2001.

  13. Moya-Salazar J, Rojas-Zumaran V. Environmental Performance of xylene, hydrochloric acid and ammonia solution during Pap stain for diagnosing cervical cancer. J Health Pollution. 2016;6(11):58-65.

  14. Solomon D, Nayar R. The Bethesda System for Reporting Cervical Cytology: Definitions, Criteria, and Explanatory Notes. 2nd Ed. New York: Springer Science & Business Media; 2004.

  15. Moya-Salazar J, Rojas-Zumaran V. Control de calidad postanalítico en citología exfoliativa cervical en Lima, Perú. Rev Esp Patol. 2017;50(4):207-17 - DOI: 10.1016/j.patol.2017.05.002

  16. Acuña CR, Falla PA, Romaní RM. Evaluación de la técnica de tinción rápida Cytocolor versus la tinción Papanicolaou en citología cérvico-vaginal. [Tesis]. Lima: Universidad Nacional Federico Villareal. Facultad de Tecnología Médica; 2006.

  17. Izhar S, Kaur, Masih K. Efficacy of rapid, economical, acetic acid, Papanicolaou stain in cervical smears as an alternative to conventional Papanicolaou stain. J Cytol. 2014;31(3):154-7.

  18. Gupta S, Chachra KL, Bhadola P, Sodhani P. Modified Papanicolaou staining protocol with minimum alcohol use: a cost-cutting measure for resource-limited settings. Cytopathology. 2010;21(4):229-33.

  19. Gachie RN, Muchiri LW, Ndungu LR. A comparison of modified and standard Papanicolaou staining methods in the assessment of cervical smears at Kenyatta National Hospital. East Afr Med J. 2011;88(7):244-50.

  20. Choudhary P, Sudhamani S, Pandit A, Kiri VM. Comparison of modified ultrafast Papanicolaou stain with the standard rapid Papanicolaou stain in cytology of various organs. J Cytol. 2012;29(4):241-5.

  21. Walter J, Klein C, Wehrend A. Comparison of eosin-thiazin and Papanicolaou-Shorr staining for endometrial cytologies of broodmares. Tierarztl Prax Ausg G Grosstiere Nutztiere.

  22. Takahashi M. Color Atlas of Cancer Cytology. 3th Ed. Alphen aan den Rijin: Kluwer; 2000.

  23. Nauth HF. Gynecological Cytology. Stuttgart: Thieme Publishers Series; 2007.

  24. Koss LG. Diagnostic Cytology and Its Histopathologic Bases. 3th edition. Philadelphia: JB Lippincott; 1979.

  25. Papanicolaou G, Traut H. The diagnostic value of vaginal smear in carcinoma of the uterus. Am J Obstet Gynecol. 1941;42:16.

  26. Occupational Safety and Health Administration (OSHA). Ocupational Health Guideline for Xylene. U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Services, Centers for Disease Control; 1978.

  27. Cibas SE. Laboratory Management. In: Cibas SE, Ducatman SB (eds). Cytology: Diagnostic principles and clinical correlates. Philadelphia: Saunders Elsevier; 2009. pp. 495-522.

  28. Riihimäki V, Savolainen K, Pfäffli P, Pekari K, Sippel W, Laine A. Metabolic interaction between m-xylene and ethanol. Arch Toxicol. 1982;49(4):253-63.

  29. Dergovics F, Moura P, Shirata N, Pereira S. Valuation of performance of solution varnish/xylene in the diaphanization of citopatology slides stained with Papanicolaou's technique. RBAC. 2012;44(1):35-8.

  30. Araya JC, Fuente A, Gallegos G. Hipoacusia por solventes orgánicos: enfermedad profesional inducida por la acción ototoxica de xilol & toluol: reporte de caso en Chile. Rev Chil Tecnol Medica. 2007;27(1):1331-8.

  31. Kuling K. General approach to the poisoned patient. In: Marx J, (ed.). Rosen's Emergency Medicine: Concepts and Clinical Practice. 8th Edition. Philadelphia: Elsevier Mosby; 4 2013.

  32. Agency for Toxic Substances & Disease Registry (ATSDR). Medical Management Guidelines for Hydrogen Chloride. Atlanta, GA: ATSDR; 2014.

  33. Levine M, Zane R. Chemical injuries. In: Marx J (ed). Rosen's Emergency Medicine: Concepts and Clinical Practice. 8th edition. Philadelphia: Elsevier Mosby; 2013.

  34. Viccellio P. Handbook of Medical Toxicology. Philadelphia: Lippincott Williams and Wilkins; 1992.

  35. World Health Organization (WHO). International Programme on Chemical Safety: WHO Environmental Health Criteria. Geneva: WHO; 1997.

  36. Rojas-Zumaran VA, Moya-Salazar JJ. From the Cytocolor towards ecological Pap test: Origins. Patología Rev Latinoam. 2016;54(3):66-75.

  37. De Bekker-Grob EW, de Kok IM, Bulten J, van Rosmalen J, Vedder JE, Arbyn M, et al. Liquidbased cervical cytology using ThinPrep technology: weighing the pros and cons in a cost-effectiveness analysis. Cancer Causes Control. 2012;23:1323-31.

  38. Klug SJ, Neis KJ, Harlfinger W, Malter A, König J, Spieth S, et al. A randomized trial comparing conventional cytology to liquid-based cytology and computer assistance. Int J Cancer. 2013;132:2849-57.




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